Par Gérard Duvallet

Les stomoxes (Diptera, Muscidae) sont des mouches exerçant une nuisance importante pour le bétail et l’élevage en général. Nous avions écrit sur ce site dédié à l’entomologie un article intitulé “Les stomoxes : des mouches piqueuses nuisibles pour l’élevage” (Duvallet, 2019). Nous y décrivions la sous famille des Stomoxyinae, et plus particulièrement le genre Stomoxys et les recherches que nous avons menées sur les différentes espèces qui le composent. Nous y évoquions aussi les agents pathogènes potentiellement transmis et les méthodes de lutte disponibles à l’époque (figure 1).

Depuis cette date, les recherches ont progressé notamment vers des méthodes de lutte plus respectueuses de l’environnement et de la biodiversité (Duvallet, 2023). L’observation que les stomoxes comme les mouches domestiques sont résistants aux insecticides disponibles, partout où cela a été testé, le constat de l’impact des pesticides sur la santé des éleveurs et de l’environnement, et le constat de l’impact des pièges utilisés sur la faune non-cible nous ont poussés à évaluer et proposer une nouvelle méthode de lutte biologique associant parasitoïdes et acariens prédateurs (Gonzalez et al., 2024).

Cela paraît particulièrement important à un moment où la Dermatose Nodulaire Contagieuse (DNC) vient d’arriver en France métropolitaine (juin 2015). Maladie virale extrêmement contagieuse, connue depuis 1929 en Afrique et depuis 2015 en Europe.

Elle est désormais présente dans de nombreux pays du monde et entraîne une mortalité de l’ordre de 10% dans les troupeaux.

L’agent pathogène, un virus de la famille des Poxviridae, est transmis d’un animal à l’autre par les piqûres d’un diptère hématophage, principalement des stomoxes (Diptera, Muscidae, Stomoxyinae), actifs toute l’année en Europe tempérée. Des taons (Diptera, Tabanidae) peuvent aussi être vecteurs potentiels pendant la saison favorable (printemps, été) (Bertagnoli, 2024).

• Résistance des mouches aux insecticides

Nous savons, depuis les ouvrages de Rachel Carson (1962) puis de Dave Goulson (2021), tous deux traduits en français, les conséquences de l’usage des pesticides sur la biodiversité en général.

Concernant les stomoxes, la résistance de ces mouches aux insecticides a été évaluée à plusieurs reprises dans différents pays (Tainchum K. et al., 2018). Nous avons envoyé, par exemple, des stomoxes capturés sur le campus de l’Ecole Nationale Vétérinaire de Toulouse (ENVT) à nos collègues américains, spécialistes du génome des stomoxes (Olafson P. et al., 2019). Ils ont trouvé que : 7% des spécimens étaient homozygotes pour le gène Kdr-histidine, considéré comme un gène de super résistance, 80% des spécimens étaient homozygotes pour le gène de résistance Kdr, 10% des spécimens étaient hétérozygotes Kdr/Kdr-histidine, et 3% des spécimens étaient de type sauvage.

Ce constat nous a poussé à rechercher d’autres méthodes pour contrôler ces mouches sans utilisation d’insecticides.

• Impact des pièges sur la faune non-cible

De nombreux pièges ont été utilisés contre les stomoxes ou les taons dans de nombreux pays, et contre les glossines en Afrique (Mihok, 2002)).

Ces pièges contre des mouches adultes, ayant en commun une couleur dite bleu phtalogène, marchaient très bien contre les glossines en Afrique (Duvallet, 2019). En effet, les femelles de glossines ne pondent pas d’œufs, mais donnent naissance à 7 ou 8 larves de 3^ème stade au cours de leur vie. Tout le développement larvaire se déroule dans l’utérus de cette mouche, les larves étant alimentées par des glandes à lait. Le piégeage constant, grâce aux pièges ou écrans imprégnés d’insecticide, suffit à contrôler les populations de cet insecte. C’est l’un des rares cas où le piégeage est vraiment efficace.

Pour les autres diptères hématophages, le piégeage reste utile uniquement pour suivre l’évolution du nombre de mouches dans une population (monitoring de l’abondance) (figure 2), mais pas pour contrôler cette population, dont les femelles pondent de nombreux œufs dans des sites diversifiés (Duvallet, 2022).

De plus les pièges collant, utilisés parfois, ont montré leur impact énorme sur la faune non-cible. De nombreux insectes (papillons, coléoptères, hémiptères, etc.) restent collés sur ces écrans. Des oiseaux sont aussi parfois capturés, car attirés par les nombreux insectes disponibles (figures 3A et 3B).

• Evaluation et proposition d’une nouvelle méthode de lutte biologique

Plusieurs essais de lutte biologique ont été réalisés dans le passé, par exemple sur l’île Maurice (Monty, 1972)) et sur l’île de La Réunion (Bouyer et al., 2011). Ces essais ont utilisé des miniguêpes parasitoïdes, qui pondent leurs œufs dans les pupes de mouches.

Différentes espèces de parasitoïdes ont été utilisées : Spalangia endius, S. nigroaenea ou S. cameroni de la famille des Spalangiidae, Muscidifurax raptor ou M. raptorellus de la famille des Pteromalidae. Ces projets sur l’île Maurice et sur l’île de La Réunion n’ont pas été poursuivis faute d’une mise en œuvre qui n’était pas optimum, faute de moyens et faute de résultats à la hauteur des attentes.

En travaillant avec la société Bestico (bestico.fr, Pont Saint-Martin,France), spécialisée dans l’utilisation d’agents de lutte biologique, nous avons ajouté une innovation qui est l’utilisation d’acariens prédateurs (famille des Macrochelidae) aux parasitoïdes. Deux espèces sont utilisées : Macrocheles robustulus et M. muscaedomesticae (figure 4).

Nous préférons l’espèce M. muscaedomesticae qui est de plus grande taille (0,8 – 1,2 mm) et qui se nourrit sur les œufs et tous les stades larvaires des mouches. L’espèce M. robustulus (0,7 – 1,0 mm) se nourrit seulement sur les œufs et les larves de 1^er stade.

Fort de cela, nous avons proposé un programme de lutte intégrée associant le piégeage et le biocontrôle. Nous avons testé l’efficacité de ce programme de lutte en 2 occasions.

D’abord dans le Sud de l’Espagne (El Refugio del Burito, Estrémadure). Dans un sanctuaire de 150 hectares et 154 animaux, avec 19 pièges Stomoxyscc (Alcochem Hygiene Company) répartis sur le domaine et le lâcher de parasitoïdes + acariens sur les litières et tas de fumier une fois par mois.

La population de stomoxes a rapidement été réduite. A deux reprises, nous avons stoppé le lâcher de parasitoïdes + acariens. La population de mouches s’est alors rapidement reconstituée malgré la présence des 19 pièges.

Nous sommes arrivés à la conclusion que ce sont bien les parasitoïdes et les acariens qui sont le plus efficaces pour contrôler la population de mouches.

Le bien-être des animaux était mesuré dans ce sanctuaire en prenant des vidéos de 3mn de 30 animaux une fois par mois. La lecture des vidéos était faite par la même personne en attribuant un index de 0 à 4 en fonction des mouvements d’évitement observés sur les animaux. A la fin du stade d’évaluation du protocole, les vétérinaires en charge du sanctuaire observaient des animaux plus calmes, moins stressés par les mouches, et beaucoup moins de lésions sur les pattes. Ils ont décidé de poursuivre le protocole en s’abonnant à la distribution mensuelle de parasitoïdes et d’acariens (Gonzalez et al., 2024).

Nous avons pu confirmer ces résultats dans une ferme laitière située dans le sud des Pays-Bas, près de Tilburg. Nous avons eu accès en fait à 2 fermes laitières proches l’une de l’autre (moins de 1000 m) et ayant le même nombre d’animaux. L’une est une ferme bio, l’autre en élevage conventionnel.

Dans la ferme bio, nous avons implanté 10 pièges Stomoxyscc et fait des lâchers réguliers de parasitoïdes + acariens. Dans la ferme non bio, nous avons simplement implanté 11 pièges Stomoxyscc. En juillet et août 2025, nous avons évalué le bien-être des animaux avec une prise de vidéos chaque semaine pour évaluer les mouvements d’évitement des animaux. Dans la ferme bio, nous n’avons pas observé d’augmentation des mouvements des animaux pendant cette période chaude de l’année. Alors que, dans la ferme non bio, nous avons bien noté une augmentation de l’index passant de 0.5 à 2. Et ceci, malgré la présence des pièges contre les mouches adultes.

L’ensemble de ces résultats nous montrent bien que c’est la lutte biologique contre les stades préimaginaux (œufs, larves, pupes) qui est le plus efficace.

Nous avons donc décidé d’abandonner l’utilisation des pièges et de ne conserver que les lâchers de parasitoïdes et acariens prédateurs pour la lutte.

Les pièges restent cependant utiles, en nombres réduits, uniquement pour le monitoring de la population d’adultes dans des phases d’évaluation.

Recommandations pour le contrôle des stomoxes et, en même temps, des mouches domestiques, dans les fermes :

• Propreté de la ferme : une bonne gestion des effluents, en éloignant les tas de fumier des étables et en évitant les tas d’herbe en décomposition et l’accumulation de paille humide et de résidus alimentaires
• Abonnement à un envoi régulier de parasitoïdes et d’acariens pour des lâchers réguliers sur les litières et tas de fumier. Une fois par mois, éventuellement 2 fois par mois au début du programme ou lors d’une période de forte pullulation.
• Vérifier le bien-être des animaux en observant les mouvements d’évitement des mouches, le nombre de mouches sur les pattes avant et les paramètres de productivité
• Utiliser éventuellement un piège (type piège Vacoua ou piège Stomoxyscc) pour suivre la dynamique de la population de stomoxes. N’utiliser le piège qu’une fois par quinzaine ou une fois par mois pour avoir le moindre impact sur la faune non cible.

Bibliographie

• Bertagnoli S. (2024) : Point d’actualité sur la dermatose nodulaire contagieuse bovine : une maladie à expansion rapide et massive dans l’hémisphère nord. Le Nouveau Praticien Vét élevages & santé 16(59) : 32–37
• Bouyer J. ; Grimaud Y. ; Pannequin M. ; Esnault O. & Desquesnes M. (2011) : Importance épidémiologique et contrôle des stomoxes à la Réunion. Bulletin épidémiologique, santé animale et alimentation no 43/Spécial DOM-TOM. ANSES, Maisons-Alfort
• Duvallet G. (2022) : Evaluation of a new trap for stable and black flies. Arthropod Management Tests. 47(1) : 1–2
• Duvallet G. (2019) : Les stomoxes : des mouches piqueuses nuisibles pour l’élevage. Les Stomoxes : des mouches piqueuses nuisibles pour l’élevage
• Duvallet G. (2023) : Stomoxes : nuisance, vecteurs potentiels et lutte intégrée. Bulletin de l’Académie vétérinaire de France 176 (1) : 87-93
• Duvallet G. & Hogsette J.A. (2023) : Global Diversity, Distribution, and Genetic Studies of Stable Flies (Stomoxys sp.). Diversity 15, 600 (lien)
• Goulson D. (2021) : Silent Earth: Averting the Insect Apocalypse. London: Random House. ISBN 9781473590502
• González M.A. ; Duvallet G. ; Morel D. ; de Blas I. ; Barrio E. & Ruiz-Arrondo I. (2024) : An Integrated Pest Management Strategy Approach for the Management of the Stable Fly Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae). Insects15, 222 (lien)
• Mihok S. (2002) : The development of a multipurpose trap (the Nzi) for tsetse and other biting flies. Bulletin of Entomological Research 92(5) : 385–403 (lien)
• Monty J. (1972) : A review of the stable fly problem in Mauritius. Revue Agricole et Sucrière de l’Ile Maurice51(1): 13–29
• Morel D. ; Mineau N. & Duvallet G. (2026) : Integrating Predatory Mites and Pupal Parasitoids for Biological Control of the House Fly (Musca domestica). Agriculture and Natural Resources (en révision).
• Olafson PU. ; Kaufman PE. ; Duvallet G. ; Solórzano JA. ; Taylor DB. & Trout Fryxell R. (2019) : Frequency of kdr and kdr-his Alleles in Stable Fly (Diptera: Muscidae) Populations from the United States, Costa Rica, France, and Thailand. Journal of Medical Entomology. 56: 1145–1149 (lien)
• Carson R. (1962) : Silent Spring. Boston, Houghton Mifflin. ISBN 0-618-24906-0.
• Tainchum K. ; Shukri S. ; Duvallet G. ; Etienne L. & Jacquiet P. (2018)  : Phenotypic suscep tibility to pyrethroids and organophos phate of wild Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) populations in southwestern France. Parasitology Research 117 : 4027–4032 (lien)

Ouvrages sur la thématique

• Entomologie médicale et vétérinaire (Gérard Duvallet – Vincent Robert – Didier Fontenille – Edition QUAE – 688 pages – 27 mai 2017)
• Mouches et moustiques : toutes les familles de diptères d’Europe (Denis Richard & Pierre-Olivier Macquart – Delachaux – 320 pages – 29 mars 2024)
• Maladies parasitaires des bovins (Christian Mage – France Agricole – 192 pages – 25 septembre 2019)
• Manuel de médecine des bovins (David Francoz – Yvon Couture – MED COM – 704 pages – 19 juin 2014)